F=4/04
جلسة 34/89±44/210 72/88±78/291* 09/66±55/221 047/0P=*
VEGF هايپوكسي 2df=

P= F=df=02//166012 211/33±59/75 254/67±90/04 222/11±96/46 جلسة نورموكسي (pg/ml)
F=5/847 df= 2 P=0/007 اثر زمان مقايسة بين شرايط
F=0/813 df=2 P=0/452 تعامل زمان و شرايط
٭ اختلاف معنادار

با توجه به نتايج جدول، ارزش P محاسبه شده، بيشتر از 05/0 است ( 05/0 <P )، اين بدان معناست كه تغييرات در اختلاف مقادير سرمي VEGF در شرايط هايپوكسي نسبت با شرايط نورموكسي، افزايش غيرمعناداري داشت. آناليز آماري دادهها (جدول 2) نشان داد كه بين سطوح سرمي VEGF در مراحل قبل، بلافاصله و دو ساعت پس از اجراي فعاليت متناوب با شدت بالا در شرايط هايپوكسي، اختلاف معناداري وجود دارد (047/0P=). نتيجة آزمون آماري LSD نشان داد كه اختلاف معناداري بين مراحل قبل از اجرا و بلافاصله پس از يك جلسه فعاليت متناوب با شدت بالا در شرايط هايپوكسي وجود دارد (005/0P=) و بين مراحل قبل از اجرا و 2 ساعت بعد از اجرا (729/0P=) و همچنين بين مراحل بلافاصله بعد از اجرا و دو ساعت بعد از يك جلسه فعاليت متناوب با شدت بالا در شرايط هايپوكسي (105/0P=)، اختلاف معناداري وجود ندارد.
جدول 3. آزمون تعقيبي LSD، براي تعيين محل اختلاف

در این سایت فقط تکه هایی از این مطلب با شماره بندی انتهای صفحه درج می شود که ممکن است هنگام انتقال از فایل ورد به داخل سایت کلمات به هم بریزد یا شکل ها درج نشود

شما می توانید تکه های دیگری از این مطلب را با جستجو در همین سایت بخوانید

ولی برای دانلود فایل اصلی با فرمت ورد حاوی تمامی قسمت ها با منابع کامل

اینجا کلیک کنید

2 ساعت پس از فعاليت شديد بلافاصله پس از
فعاليت شديد وضعيت پايه زمان خون گيري
0/729 0/005* – وضعيت پايه
0/105 – 0/005* بلافاصله بعد از فعاليت شديد
– 0/105 0/729 2 ساعت بعد از فعاليت شديد

بحث و نتيجه گيري
پيش از پرداختن به موضوع بحث و بررسي، بايد خاطرنشان كرد در زمينة تأثير فعاليت بدني با شدتبالا در شرايط محيطي مختلف (هايپوكسي نورموباريك و نورموكسي) بر فاكتورهاي درگير در آنژيوژنز(VEGF) پژوهش هاي اندكي صورت گرفته است، به گونه اي كه تاكنون در داخل كشور پژوهشي در اين زمينه صورت نگرفته است، ازاين رو از اين نظر مي توان اين پژوهش را پژوهش جديدي تلقي كرد.
نتايج پژوهش حاضر نشان داد كه مقادير سرمي VEGFدر اجراي يك جلسه فعاليت ورزشي متناوب با شدت بالا در شرايط هيپوكسي، افزايش معنادار (047/0) و يك جلسه فعاليت ورزشي متناوب با شدت بالا در شرايط نورموكسي، افزايش غيرمعناداري (167/0) را نشان داد. با وجود نبود اختلاف معنادار بين دو شرايط محيطي مختلف (هايپوكسي و نورموكسي) مورد استفاده در اين تحقيق، افزايش 38 و 14 درصدي سطح سرمي VEGF، به ترتيب بلافاصله پس از اجراي يك وهله فعاليت متناوب با شدت بالا (HIE) در شرايط هايپوكسي و يك وهله فعاليت متناوب با شدت بالا (HIE) در شرايط نورموكسي، درخور توجه است. در ضمن دو ساعت پس از فعاليت ميزان VEGF در هر دو شرايط كاهش داشت، ولي به سطوح اوليه قبل از فعاليت نرسيد. به منظور تحليل اختلاف ميانگين مشاهده شده در سطوح VEGF سرمي در اين دو شرايط محيطي، بعد از اشاره به چند تحقيق مرتبط مي توان به موارد احتمالي زير اشاره كرد.
نتايج تحقيق حاضر با نتايج ويو و همكاران (2009)، شن و همكاران (2009)، گاونو همكاران
(2004)، نمت و همكاران (2002)، هلستن و همكاران (2008) و همچنين رولمن و همكاران
(2007) موافق و همسوست. گاون و همكاران در تحقيق خود پاسخ فاكتورهاي رشدي آنژيوژنز (VEGF و گيرنده هاي آن KDR و FLT-1) به يك جلسه فعاليت را ارزيابي كردند. پروتكل تمريني شامل يك ساعت ركاب زدن روي دوچرخه با شدت VO2max50% بود. نتايج نشان داد كه يك جلسه فعاليت موجب افزايش ژن VEGF در دو و چهار ساعت بعد از ورزش شد (9). نمت و همكاران در پژوهش خود فرض كردند، فعاليت مختصر يك گروه عضلاني كوچك، به تغييرات موضعي، به جاي تغييرات سيستميكي، در فاكتورهاي درگير در آنژيوژنز منجر مي شود. آزمودني هاي جوان، فلكشن يكطرفة مچ در دست غيربرتر را انجام دادند. براساس نتايج تحقيق، VEGF در هر دو بازو به طور معناداري افزايش يافت(32). هلستن و همكاران به بررسي تأثير 90 دقيقه تمرين اكستنشن زانو، بر روي پروتئين VEGFبين بافتي، ژن VEGF و MMP-2 جوانان سالم پرداختند. نتايج نشان داد كه پروتئين VEGF بين بافتيافزايش يافت، اما ميزان ژن MMP-2 و VEGF بدون تغيير باقي ماند (14). رولمن و همكاران در تحقيقي، اثر يك جلسه فعاليت استقامتي بر روي MMP-9 ،VEGF -A و MMP-2 عضلات اسكلتي افراد را بررسي كردند. نمونه هاي خوني قبل، حين فعاليت و دو ساعت پس از فعاليت، از سرخرگ و سياهرگ راني به دست آمد. نتايج نشان داد كه ژن VEGF بلافاصله و 120 دقيقه پس از فعاليت به ترتيب دو و شش برابر افزايش يافت (42). اين نتايج با يافته هاي سوهر و همكاران (2007) (46)، ثورل و همكاران ( 2009) (50)، ليك و همكاران (2009)(24)، وود و همكاران (2009)(56)، داويس و همكاران
(2002)(5) و همچنين هيسكوكو همكاران (2003) مخالف است (16). مي توان گفت كه احتمالاً دليل مخالفت اين يافته با نتيجة تحقيق داويس و همكاران، مربوط به نوع آزمودني ها، تعداد كم آزمودني ها، نوع پروتكل تمريني و اندازهگيري VEGF پلاسمايي به جاي VEGF سرمي باشد. در تحقيق داويس و همكاران از شش دوچرخهسوار تمرين كرده بهعنوان آزمودني استفاده شده بود، درحالي كه آزمودني هاي تحقيق حاضر افراد غيرفعال بودند (5). هيسكوك و همكاران، بالانس سرخرگي _ وريدي VEGF در هفت مرد فعال را در پاسخ به يك جلسه فعاليت مقاومتي (اكستنشن زانويي) طولاني مدت بررسي كردند. خون گيري قبل، در طي و بعد از فعاليت، از هر دو پا بهعمل آمد. نتايج نشان داد كه پروتئين VEGF سرخرگي– وريدي كاهش يافت (16). تعداد كمتر آزمودنيها و تفاوت در نوع و شدت پروتكل ورزشي مورد استفاده و از همه مهم تر تجزيه وتحليل VEGF كه در تحقيق حاضر از سرم استفاده شده است، ميتواند از دلايل احتمالي تفاوت نتايج تحقيق هيسكوك با يافتة پژوهش حاضر باشد. سوهر و همكاران (46) كه تأثير لرزش كوتاه مدت و هايپوكسي در طي تمرين با شدت بالا (HIT) را بر سطوح تنظيم كننده هاي آنژيوژنز بررسي و افزايش غيرمعنادار VEGF سرم را مشاهده كردند كه ممكن است تحت عامل نوع آزمودنيها و زمان اجراي آزمون نيز باشد. زمان اجراي فعاليت در اين تحقيق بالا (90 دقيقه) بود. زمان فعاليت بسيار شديد، وقت كافي براي باند شدن VEGF به ساير گيرندههاي آن يعني VEGF -2 را افزايش ميدهد و اين عامل خود ميتواند يكي از دلايل كاهش VEGF پس از فعاليت ورزشي باشد.
در تحقيق حاضر، فعاليت با شدت بالا در شرايط هايپوكسي و نورموكسي بود و با توجه به اينكه در چنين پروتكل هايي به دليل افزايش پلكاني شدت فعاليت، آزمودني علاوه بر كسر شديد اكسيژن به صورتفيزيولوژيكي در شرايط كمبود اكسيژن در شرايط هايپوكسي نيز قرار گرفته بود، تجمع متابولي كهاييچون اسيدلاكتيك و آدنوزين افزايش مييابد. آدنوزين از طريق فعال سازي گيرندة 2A موجب افزايش غلظت cAMP و متعاقب آن افزايش سطوح mRNA VEGF مي شود. همچنين گزارش شده است كه آدنوزين نقش مستقيم در آزادسازي VEGF سلولي دارد (17) و با وجود هايپوكسي اعمال شده در تحقيق حاضر، همانطوركه گفته شد، در شرايط هايپوكسي كه غلظت HIF-1 افزايش مييابد، نقش كليدي در افزايش بيان VEGF بازي مي كند. پس ميتوان نتيجه گرفت كه هايپوكسي يكي از عوامل اصلي افزايش VEGF بلافاصله بعد از فعاليت پژوهش حاضر است كه در ساير تحقيقات از اين نوع شرايط محيطي استفاده نشده است و شايد دليل اختلاف با نتايج ساير تحقيقات همين موضوع عنوان شده باشد.
والتر و همكاران (2001) در تحقيقي روي كوهنوردان، سطح VEGF را در 14 كوهنورد در ارتفاع پايين 490 متر و 24 ساعت بعد كه به ارتفاع بالا رسيدند، 4559 متر اندازهگيري كردند (55). در ارتفاع بالا VEGF در خون سرخرگي و مخلوط سياهرگي افزايش يافته بود. درحالي كه در ارتفاع پايين سطح VEGF سرخرگي و سياهرگي نسبت به خون سرخرگي در ارتفاع بالا پايين تر بود. غلظت VEGF رگ هاي ششي در ارتفاع بالا پايين تر بود. غلظت VEGF رگهاي ششي در ارتفاع پايين بدون تغيير مانده بود. سطح VEGF در 9 كوهنورد كه نشانه هاي بيماري حاد كوهنوردي را داشتند، با ديگر آزمودني ها كه نشانه هاي اين بيماري را نداشتند مشابه بود. نتايج نشان داد كه غلظت VEGF نمي تواند تحت تأثير بيماري هاي كوه قرار گيرد (55).
لاندبي و همكاران ( 2004) تحقيقي به منظور بررسي مجاورت طولاني مدت با ارتفاع بر روي دانسيتة مويرگي و VEGF انجام دادند. بدين منظور سطح VEGF و دانسيتة مويرگي را به وسيلة بافت برداري از عضلة پهن جانبي در دو گروه از افراد، گروه سطح دريا هشت نفر و گروه مقيم ارتفاع بالاتر از 4100 متر هفت نفر، دو و هشت هفته پس از مجاورت با ارتفاع 4100 متر، VEGF را در بوميان سرخپوست آيمارا اندازه گيري كردند. نتايج نشان داد كه مجاورت با هايپوكسي طولانيمدت براي گروه سطح دريا موجب افزايش VEGF نشده بود و مقدار آن در هر دو گروه مشابه بود. در گروه مقيم سطح دريا كل جرم بدن و سطح تارهاي عضلاني و مويرگي بدون تغيير در طي دورة سازگاري باقي مانده بود. نسبت مويرگ ها به نسبت تارهاي عضلاني در گروه مقيم ارتفاع بالا نسبت به گروه سطح دريا پايين تر بود. اين نتايج نشانمي دهد كه عضلات انسان و دانسيتة مويرگي بهطور معناداري پس از هشت هفته مجاورت با ارتفاع بالاتغيير چنداني نكرد (26).
از جمله مهم ترين متغيري كه بايد در مورد آن بحث كرد نوع شرايط محيطي است. نشان داده شده است كه در شرايط ايسكمي و هايپوكسي، افزايش چشمگيري در عامل قابل القاي هايپوكسي (HIF-1) رخ ميدهد (36). فعال سازي HIF-1 سازگاري هاي عملكردي (بيان ژني اريتروپوئيتين، بيان ژني VEGF، بيان ژني آنزيم هاي گليكوليتيك و غيره…) را آغاز مي كند كه اين عوامل مي توانند تأثيرات منفي قرار گيري در معرض هايپوكسي را كاهش دهند (33).
عامل رشدي قابل القاي هايپوكسي، بعد از ترشح ميتواند عناصر واكنشدهنده به هايپوكسي (HRE) را كه روي ژنهاي هدف در هسته قرار گرفته اند، شناسايي كند (26). واكنش بين HIF-1 و HRE سرانجام رونويسي ژنهاي هدف (ژن مربوط به VEGF ) را آغاز ميكند. بهطور كلي هايپوكسي از طريق تنظيم افزايشي VEGF يكي از مهمترين و قوي ترين محرك هايي است كه آنژيوژنز عضلة اسكلتي را موجب ميشود (49). ويو و همكاران نشان دادند كه هنگام اجراي فعاليت ورزشي، بيان پروتئين VEGF در بافت دچار انفاركتوس و عضلة اسكلتي در حالتي كه جريان خون مسدود شده است، افزايش مي يابد (58).
در اين تحقيق چون آزمودنيهاي هر دو شرايط هايپوكسي و نورموكسي يكسان بودند (همگني در هر دو شرايط صورت گرفته است)، مي توان تأثير هايپوكسي را بر ميزان بازده كاري هر گروه مشخص كرد و با توجه با داده هاي مربوط به هر دو گروه براي ميانگين حداكثر بازده خروجي كه در شرايط هايپوكسي 185 و در شرايط نورموكسي 200 وات بوده است و با در نظر گرفتن محدوديت هاي تحقيق ميتوان گفت كه شرايط محيطي در حداكثر بازده خروجي نيز تأثير داشته است. از طرفي اين خود ميتواند دليلي بر افزايش بيشتر متغير وابستة تحقيق در شرايط هايپوكسي به نسبت شرايط نورموكسي باشد، زيرا همان طوركه گفته شد، اعتقاد بر اين است كه در شرايط هايپوكسي كه غلظت HIF-1 افزايش مي يابد و نقش كليدي در افزايش بيان VEGF دارد، عاملي اصلي در بهدست آوردن نتايج تحقيق حاضر باشد.
در تحقيق حاضر در هر دو شرايط محيطي پروتكل فعاليتي، از نوع فعاليت با شدت بالا بود؛ و اين نوع فعاليتها موجب افزايش كلي در جريان خون عضلة اسكلتي مي شود كه افزايش نيروهاي كششي و
استرس برشي را در پي دارد. اين دلايل در مورد شدت تمرين مي توانند دليلي بر افزايش ميانگين متغيرتحقيق ما بدون در نظر گرفتن شرايط هايپوكسي باشد. در كل فشارهاي مكانيكي ممكن است نقشتعيين كننده اي در آنژيوژنز به وسيلة افزايش توليد VEGF داشته باشند.
ورزشكاران با تمرين بالا پيوسته در معرض اين شرايط هايپوكسي موضعي به دليل برنامة تمريني شان قرار ميگيرند. اين اطلاعات ميتواند به فرضي منجر شود كه تمرين منظم ورزشكاران با تمرين بالا ممكن است موجب ظرفيت بيشتر VEGF كه در سلول هاي اندوتليال، سلول هاي پارانشيمال يا حتي در 1ECM به وسيلة پليساكاريد سولفات پروتئوگليكان در بافت هاي ورزشكاران كه مورد استرس قرار گرفته اند، باشد. يك جلسه تمرين با شدت بالا و نيز در مطالعة حاضر، منابع VEGF مي توانند وارد گردش خون شوند. با احتمال بيشتري ميتوان گفت كه اين آزادسازي VEGF بيشتر در ورزشكاران با تمرين بالا ممكن است نتيجه اي از ناحية سطح مقطع بيشتر مويرگ ها در اين بافت عضلة اسكلتي باشد (39). اين مسئله ممكن است به توليد انواع سلول توليدكنندة ECs) VEGF، سلول هاي پارانشيمال) كه مي توانند خيلي سريع مولكول هاي VEGF را آزاد كنند، منجر شود. به هر حال بحث مداومي در مورد سازوكار هاي زير وجود دارد. بررسي تحقيقات نتايج متناقضي را در مورد پاسخ VEGF سرمي به يك وهله فعاليت ورزشي نشان ميدهند و اين تناقض در مراحل زماني مختلف بعد از فعاليت نيز وجود دارد (12). از طرف ديگر، نشان داده شده كه تأمين اكسيژن غيركافي در بافت عضلة اسكلتي در طي فعاليت ورزشي، به بالا رفتن سطوح VEGF mRNA يا پروتئين در بافت هاي عضلاني تحت فشار منجر ميشود (16،20،23،49).
اين افزايش سطوح VEGF mRNA يا پروتئين مي تواند به تشكيل عروق جديد به همراه غلظت شيميايي VEGF منجر شود. در مقايسه با سلول هاي اندوتليال، سلول هاي پارانشيمال2 در عروق منبع غني از VEGF هستند، بنابراين نقش اساسي در تشكيل و غلظت VEGF دارند (39).
در شرايط هايپوكسي تحريك صرفاً با FGF-2 عامل رشد براي القاي رگ زايي در شرايط invitro در يك ماتريكس فيبرين كافي است. هايپوكسي حداقل دو مسير انتقال سيگنال در سلولهاي تحريكشده با FGF-2 را فعال مي كند: مسير NF-kB و مسير ERK1/2. هر دو مسير ممكن است در اثر تحريك كنندگي از شرايط هايپوكسي در تشكيل توبول درگير شوند. مطالعات متعددي نشان دادند كه
. Extracellular Matrix
. Parenchymal Cells
تمام عوامل رشد آنژيوژنز مانندVEGF و FGF-2، مي توانند به بهبود جريان خون در اندام هايايسكميك و عضلة قلبي منجر شوند (10،68) .همچنين در پژوهش كارون و همكاران (2001) مشاهدهشد كه FGF-2 موجب توبول مويرگي در شرايط هايپوكسي شد، اما در شرايط نورموكسي، اين اتفاق رخ نداد (22).
در اوايل بيان ژن FLT-1 اما نه FLK-1 در پاسخ به فعاليت ورزشي، نشان داده شد كه ممكن است تفاوتي در نقشهاي مربوطة خود داشته باشد. Flk-1 براي تمايز و واسكولوژنز سلول اندوتليال جنين ضروري است، درحالي كه FLT-1 در سازمان عروق در حال توسعه حياتي است (24). هر دو بيان ژن Flk-1 و Flt-1 مي تواند با شرايط هايپوكسي افزايش يابد، و نشان مي دهد كه هر دو گيرنده ممكن است براي رگ زايي امري حياتي باشند. علاوه بر اين، هر دو گيرنده با سيستم هاي انتقالي سيگنالي درون سلول مختلف همراه ميشوند و كاهش ميانگين فاكتور رشد عروقي در زمانهاي پس از فعاليت ورزشي در تحقيق حاضر ممكن است به دليل افزايش اين گيرنده ها باشد كه در مباحث زير نيز به بحث گذاشته شده است.
اثر كمبود اكسيژن در بيان ژن عامل رشد در MPs (ماكروفاژها) ممكن است فعال شدن فعاليت اتصالي با DNA با يك جايگاه مانند HIF-1 را درگير كند. بر پاية نتايج، پيشنهاد ميشود كه رگ زايي در شرايط هايپوكسي دو جزء سلولي كليدي را درگير مي كند: MPs، كه توليدكنندة محرك رگزايي در شرايط هايپوكسي است، توسط يك سازوكار بالقوة درگير كنندة محرك اكسيژن، و ECs ميكرو واسكولار با كمبود اكسيژن، كه پيوندهاي عامل رشد عملكردي را حفظ ميكند؛ اما در شرايط هايپوكسي خودبهخود تكثير نمي يابد. با توجه به نتايج پژوهش هاي گذشته و يافته هاي پژوهش حاضر، مي توان به اين نتيجه رسيد كه افزايش فاكتورهاي آنژيوگرافي بيشتر تحت تأثير شرايط هايپوكسي نسبت به شرايط نورموكسي هستند و اين تغيير شرايط محيطي بر اين عوامل رگزا يي تأثير مي گذارد (40).
از ديگر دلايل احتمالي افزايش بيشتر VEGF سرمي متعاقب فعاليت هاي شديد، مي توان به ترشح اينترلوكين هاي مهمي چون اينترلوكين-1 (IL-1)، اينترلوكين-6 (IL-6) اينترلوكين-10(IL-10) و TNF-α اشاره كرد. در اين زمينه اسكولز1 و همكاران (2011) گزارش كردند كه پس از بروز آسيب هاي سلول عضلاني و تاندوني ناشي از فعاليت ورزشي، بين ترشح و افزايش اينترلوكين1 بتاا (IL-β)2، عامل
. Schulze
. Interleukin-1 β
نكروزدهندة تومور آلفا (TNF-α)1، اينترلوكين-26 (IL-6) و فاكتور رشد اندوتليال عروقي، همبستگيمثبتي وجود دارد (43).
افزايش IL-6 سرم به مدت و شدت فعاليت، تودة عضلاني درگير و ظرفيت استقامتي فرد بستگي دارد. در شرايط فعاليت بدني نشان داده شده كه IL-6 افزايش يافته است. پاسخ IL-6 به شدت ورزش حساس تر است كه به صورت غيرمستقيم نشان دهندة تودة عضلاني درگير در فعاليت انقباضي است (36-34). سطوحIL-6 در شرايط طبيعي پايين است، اما در صدمات مغزي، هايپوكسي، عفونت، بيماري هاي مشخص و فعاليت هاي بدني افزايش مي يابد (52). در عضلة اسكلتي در حال استراحت محتواي IL-6 بسيار كم است. در پاسخ به ورزش، IL-6 سرم بلافاصله پس از فعاليت شروع به افزايش مي كند (37).
شرايط هايپوكسي نيز موجب توليد IL-6 در سلول هاي اندوتليال مي شود. قرار گرفتن در معرض ارتفاع، IL-6 سرم را افزايش ميدهد. بنابراين IL-6 مانند ديگر سايتوكاينها يك پروتئين حاضر و به وسيلة تعدادي از استرس هاي فيزيولوژي و پاتولوژي برانگيخته مي شود (35). اهميت هايپوكسي بهعنوان يك عامل مشهود براي بيان IL-6 در عضلات فعال در حين تمرين ورزشي مستند و مستحكم است. تحقيقات در سال 2007 نشان داد كه تمرينات شديد در شرايط هايپوكسي بر روي موش موجب افزايش IL-6 نسبت به گروه كنترل شد؛ و نيز تمرينات 60 دقيقه اي روي دوچرخة ارگومتر در شرايط هايپوكسي حاد و مزمن موجب بيان بيشتر IL-6 نسبت به سطح دريا شد (26).
به نظر ميرسد در اين تحقيق با اعمال فعاليت شديد در شرايط هايپوكسي كه شايد بتواند موجب افزايش شمار سلول هاي ايمني شود، به دليل افزايش جابه جايي لنفوسيت هاي سالخورده به درون خون باشد كه در شرايط هورمون هاي استرس زاي كاتكولاميني نيز است. همان طوركه اشاره شد، همبستگي مثبتي بين افزايش سيستم ايمني و فاكتور اندوتليال رشد عروقي وجود دارد؛ با توجه به توضيحات بالا و ساير عوامل موجود، افزايش عوامل سيستم ايمني مي تواند عامل تغيير ميانگين متغير باشد، البته چون در شرايط هايپوكسي ميزان افزايش عوامل درگير در سيستم ايمني بيشتر است، احتمال دارد كه افزايش بيشتر فاكتور اندوتليال عروقي به اين دليل باشد.
آندوتليوم نقش بسيار حياتي در تنظيم اتساع و انقباض عروق توسط عوامل گشاد كننده هاي توليدي نيتريك اكسيد (NO)، پروستاسيكلين (PGI2)، عامل هيپرپلاريزاسيون مشتق شده از اندوتليوم
.Tumor necrosis factor-a
. Interleukin-6
(EDHF)] و عوامل منقبض كنندههاي توليدي [اندوتلين -1 (ET-1)، عامل فعال كنندة پلاكت (PAF)] بازي ميكند. فعاليت بدني بيان عروقي eNOS هم در حيوانات و هم در انسان را افزايش ميدهد.
اهميت اين پديده در بيماران با بيماري عروق كرونري ثابت و نارسايي قلبي مزمن تأييد شده است. چندين گزارش ارتباط دگرتنظيمي ناشي از فعاليت ورزشي بيان eNOS به شدت با تغييرات فركانس و شدت نيروهاي فيزيكي درون عروق، به خصوص استرس برشي را نشان داده است. فعاليت ورزشي ايجادشدة ضربان قلب، برونده قلب و استرس برشي عروق را افزايش ميدهد كه به افزايش بيان eNOS منجر مي شود (30).
افزايش توليد (ROS) ناشي از فعاليت ورزشي، سيستم دفاعي آنتياكسيدان را تحريك ميكند، كه موجب سازگاري بيولوژيكي مطلوب در سيستم اعصاب مركزي و محيطي ميشود. بيان ژن به در دسترس بودن اكسيژن توسط سازوكارهاي مختلف، تنظيم رونويسي ژن از طريق عامل رشدي قابل القاي هايپوكسي (كه رونويسي ژن هاي مختلف را تنظيم ميكند)، از جمله درگير شدن در رگ زايي، بازسازي عروق، كنترل ROS، واكنشهاي وازوموتور و التهاب تنظيم ميشود. در شرايط طبيعي، مقادير گونههاي اكسيژن فعال شده و آنتي اكسيدان ها، در وضعيت متعادل قرار دارند. زمانيكه اين تعادل در جهت افزايش گونه هاي فعال شده، بهخصوص هنگام اجراي فعاليت هاي ورزشي شديد مختل شود، موجب ايجاد استرس اكسيداتيو در سلول ميشود (29). هنگام تمرينات شديد استقامتي (هوازي)، توليد گونههاي اكسيژن فعالشده افزايش مييابد و تصور بر اين است كه منبع اصلي اينگونه مواد، ميتوكندري سلول هاي عضلات فعال شده است (28). در مورد نقش راديكال هاي آزاد در فرايند افزايش مويرگ، زاهو و همكاران (2009) با تحقيق در سطح كشت سلولي گزارش كردند كه متعاقب انفاركتوس ميوكارد، افزايش مويرگ به طور عمده در هفتة اول فعال مي شود كه از لحاظ زماني و مكاني با افزايش ROS هماهنگ است (60).
با توجه به مطالب بيان شده، احتمالاً از جمله دلايل افزايش VEGF سرمي متعاقب فعاليت متناوب شديد، توليد بيشتر راديكال هاي آزاد ناشي از اجراي اين فعاليت باشد. از طرف ديگر، شرايط هايپوكسي نسبت به شرايط نورموكسي عاملي بالقوه به منظور افزايش بيشتر راديكال هاي آزاد است. در كل ميتوان نتيجه گرفت كه فعاليت شديد بهتنهايي موجب افزايش راديكال هاي آزاد ميشود كه اين افزايش به بيشتر شدن توليد VEGF در تحقيق حاضر منجر شد. در مقايسة بين دو شرايط محيطي چون هايپوكسي نيز، در توليد بيشتر راديكال هاي آزاد مؤثرتر است و عامل افزايش بيشتر VEGF نسبت به شرايط نورموكسي است.
در مورد عوامل تأثيرگذار بر كاهش VEGF سرمي، مي توان به افزايش گيرنده هاي sVEGF ) VEGFR-1 و sVEGF R-2) به دنبال فعاليت ورزشي اشاره كرد (56). همچنين سوماتوستاتين يكي ديگر از دلايل سركوب VEGF سرمي در پاسخ به فعاليت ورزشي محسوب مي شود. سوماتوستاتين هورموني است كه مانع رشد سلول و فرايند آنژيوژنز مي شود. سوماتوستاتين داراي دو فرم فعال 14 و 28 است.
همچنين اين پروتئين پنج گيرنده دارد كه در بيشتر بافت هاي بدن موجودند. يكي از اين گيرنده ها sst2-R است كه روي سلول هاي اندوتليال نيز قرار دارد. پژوهش ها نشان داده اند كه اتصال سوماتوستاتين به گيرندة sst2-R، مانع توليد VEGF در سلولهاي اندوتليال ميشود (29). پس اين امكان نيز وجود دارد كه در اين تحقيق، افزايش سوماتوستاتين در پاسخ به فعاليت تناوبي شديد، از ديگر عوامل كاهش و عدم افزايش معنادار VEGF سرمي باشد.
همچنين عنوان شده است كه استرس برشي به طور عمده از طريق تنظيم افزايشي mRNA و پروتئين گيرنده هاي انتقال مكانيكي، يعني اينتگرين هاي جمع شده در محل چسبندگي موضعي بر روي سطح آبلومينال سلول اندوتليال و فعال سازي و اتصال آنها به ليگاندهاي ويژه در ماتريكس خارجسلولي عمل مي كند (19).
دو گيرندة اينتگريني درگير در فرايند آنژيوژنز 3α7β و 5α7β هستند كه در سلولهاي اندوتليال بيان مي شوند (45). براساس اين فرضيه، استرس برشي با ايجاد آشفتگي در ستون هاي اسكلتي سلول، در محل اتصال چسبندة موضعي، سلول اندوتليال را دچار تغيير كرده و اينتگرين را فعال مي كند و بدين ترتيب سبب تولي د پيام هاي درون سلولي مي شود كه در نهايت رونويسي ژن هاي درگير در فرايند افزايش مويرگي را موجب ميشوند (19).
به طور كلي، علل كاهش VEGF در پاسخ به فعاليت حاد، بهخوبي مشخص نيست. رولمن و همكاران (2007) گزارش كردند كه كاهش VEGF سرم به دنبال فعاليت حاد به اين معنا نيست كه فعاليت ورزشي ميزان توليد VEGF را كاهش ميدهد، اما امكان دارد كه اين كاهش موقتي VEGF در پاسخ به فعاليت ورزشي، ناشي از اتصال VEGF به گيرنده هاي موجود روي سلولهاي اندوتليال باشد، كه اين اتصال محركي براي رخ دادن فرايند آنژيوژنز در عضلة قلبي و عضلة اسكلتي است. همچنين كاهش
VEGF مي تواند ناشي از اتصال به ساير پروتئين ها از جمله سولفات هپارين و EPC باشد (42).
نتيجه گيري كلي اين پژوهش نيز همسو با ساير پژوهشها در اين زمينه نشان داد، اجراي فعاليت با شدت بالا شيوة مؤثري براي افزايش فاكتورهاي درگير در آنژيوژنز افراد جوان غيرفعال است. در تحقيق حاضر اختلاف معناداري بين دو شرايط پيدا نشد و ميتوان نتيجه گرفت كه يك جلسه فعاليت شديد در ارتفاع 2500 به نسبت سطح دريا به افزايش آنژيوژنز منجر نمي شود، ولي ممكن است با توجه به افزايش اختلاف ميانگين ميزان VEGF درگير در آنژيوژنز بين دو شرايط، ارتفاعات بالاتر احتمالاً به فرايند آنژيوژنز منجر شود. مداخلات تمريني و مطالعات بسياري براي مشخص شدن مويرگ زايي در بدن نياز است. اگرچه سطوح بالاي VEGF بعد از تمرينات با شدت بالا ممكن است به افزايش آنژيوژنز و مويرگ زايي منجر شود. به هر حال براي مشخص شدن محرك ها و سازوكارهاي مورد نياز براي رشد عروق جديد در تمرينات با شدت بالا، به مطالعات بيشتري نياز است.
منابع و مĤخذ
.1 Amaral, S. Sanchez, L. Chang, A. Rossoni, L. Michelini, L (2008). Time course of training-induced microcirculatory changes and of VEGF expression in skeletal muscles of spontaneously hypertensive female rats. Brazilian Journal of Medical and Biological Research, 41(5), 424-431.
.2 Bloor, C. M. (2005). Angiogenesis during exercise and training. Angiogenesis,8(3), 263271.
.3 Brown, M. D., & Hudlicka, O. (2003). Modulation of physiological angiogenesis in skeletal muscle by mechanical forces: involvement of VEGF and metalloproteinases. Angiogenesis, 6(1), 1-14.
.4 Celik, I., Sürücü, O., Dietz, C., Heymach, J. V., Force, J., Höschele, I. Kisker, O. (2005). Therapeutic efficacy of endostatin exhibits a biphasic dose-response curve. Cancer research, 65(23), 11044-11050.
.5 Davis, P. G., Wideman, L., Bloomer, R. J., Consitt, L. A., Weaver, R. (2002). Acute effect of prolonged cycle ergometer exercise on plasma vascular endothelial growth factor. Medicine & Science in Sports & Exercise,34(5),30-40
.6 Egginton, S. (2009). Invited review: activity-induced angiogenesis. Pflügers Archiv-European Journal of Physiology, 457(5), 963-977.
.7 Ferrara, N., Gerber, H. P., & LeCouter, J. (2003). The biology of VEGF and its receptors. Nature medicine, 9(6), 669-676.
.8 Gavin, T. P., Drew, J. L., Kubik, C. J., Pofahl, W. E., & Hickner, R. C. (2007). Acute resistance exercise increases skeletal muscle angiogenic growth factor expression. Acta physiologica, 191(2), 139-146.
.9 Gavin, T. P., Robinson, C. B., Yeager, R. C., England, J. A., Nifong, L. W., & Hickner, R. C. (2004). Angiogenic growth factor response to acute systemic exercise in human skeletal muscle. Journal of Applied Physiology, 96(1), 19-24.
.01 Goto, F. K. K. J., Goto, K., Weindel, K., & Folkman, J. (1993). Synergistic effects of vascular endothelial growth factor and basic fibroblast growth factor on the proliferation and cord formation of bovine capillary endothelial cells within collagen gels. Laboratory investigation; a journal of technical methods and pathology, 69(5), 508-517.
.11 Gu, J. W., Shparago, M., Tan, W., & Bailey, A. P. (2006). Tissue endostatin correlates inversely with capillary network in rat heart and skeletal muscles.Angiogenesis, 9(2), 93-
99.
.21 Gustafsson, T., & Kraus, W. E. (2001). Exercise-induced angiogenesis-related growth and transcription factors in skeletal muscle, and their modification in muscle pathology. Front Biosci, 6, D75-D89.
.31 Hellsten, Y., Rufener, N., Nielsen, J. J., Høier, B., Krustrup, P., & Bangsbo, J. (2008). Passive leg movement enhances interstitial VEGF protein, endothelial cell proliferation, and eNOS mRNA content in human skeletal muscle.American Journal of PhysiologyRegulatory, Integrative and Comparative Physiology, 294(3), R975-R982.
.41 Hepple, R. T., Hogan, M. C., Stary, C., Bebout, D. E., Mathieu-Costello, O., & Wagner, P. D. (2000). Structural basis of muscle O2 diffusing capacity: evidence from muscle function in situ. Journal of Applied Physiology, 88(2), 560-566.
.51 Hiscock, N., Fischer, C. P., Pilegaard, H., & Pedersen, B. K. (2003). Vascular endothelial growth factor mRNA expression and arteriovenous balance in response to prolonged, submaximal exercise in humans. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology, 285(4), H1759-H1763
.61 Höffner, L., Nielsen, J. J., Langberg, H., & Hellsten, Y. (2003). Exercise but not prostanoids enhance levels of vascular endothelial growth factor and other proliferative agents in human skeletal muscle interstitium. The Journal of physiology, 550(1), 217-225.
.71 Islami, D., Bischof, P., & Chardonnens, D. (2003). Modulation of placental vascular endothelial growth factor by leptin and hCG. Molecular human reproduction, 9(7), 395398.
.81 Jalali, S., del Pozo, M. A., Chen, K. D., Miao, H., Li, Y. S., Schwartz, M. A. Chien, S. (2001). Integrin-mediated mechanotransduction requires its dynamic interaction with specific extracellular matrix (ECM) ligands.Proceedings of the National Academy of Sciences, 98(3), 1042-1046.
.91 Jensen, L., Bangsbo, J., & Hellsten, Y. (2004). Effect of high intensity training on capillarization and presence of angiogenic factors in human skeletal muscle.The Journal of physiology, 557(2), 571-582.
.02 Keong, C. C., Singh, H. J., & Singh, R. (2006). Effects of palm vitamin e supplementation on exercise-induced oxidative stress and endurance performance in the heat. Journal of sports science & medicine, 5(4), 629-639
.12 Kroon, M. E., Koolwijk, P., van der Vecht, B., & van Hinsbergh, V. W. (2001). Hypoxia in combination with FGF-2 induces tube formation by human microvascular endothelial cells in a fibrin matrix: involvement of at least two signal transduction pathways. Journal of cell science, 114(4), 825-833.
.22 Laufs, U., Werner, N., Link, A., Endres, M., Wassmann, S., Jürgens, K. Nickenig, G. (2004). Physical training increases endothelial progenitor cells, inhibits neointima formation, and enhances angiogenesis. Circulation, 109(2), 220-226.
.32 Leick, L., Hellsten, Y., Fentz, J., Lyngby, S. S., Wojtaszewski, J. F., Hidalgo, J., & Pilegaard, H. (2009). PGC-1α mediates exercise-induced skeletal muscle VEGF expression in mice. American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabolism, 297(1), E92-E103.
.42 Lundby, C., Calbet, J. A., & Robach, P. (2009). The response of human skeletal muscle tissue to hypoxia. Cellular and molecular life sciences, 66(22), 3615-3623.
.52 Lundby, C., Pilegaard, H., Andersen, J. L., van Hall, G., Sander, M., & Calbet, J. A. (2004). Acclimatization to 4100 m does not change capillary density or mRNA expression of potential angiogenesis regulatory factors in human skeletal muscle. Journal of experimental biology, 207(22), 3865-3871
.62 Lundby, C., & Steensberg, A. (2004). Interleukin-6 response to exercise during acute and chronic hypoxia. European journal of applied physiology, 91(1), 88-93
.72 Margaritis, I., Palazzetti, S., Rousseau, A. S., Richard, M. Favier, A. (2003). Antioxidant supplementation and tapering exercise improve exercise-induced antioxidant response. Journal of the American College of Nutrition,22(2), 147-156.
.82 McArdle, W. D., Katch, F. I., & Katch, V. L. (2010). Exercise physiology: nutrition, energy, and human performance. Lippincott Williams & Wilkins.
.92 McCawley, L. J., & Matrisian, L. M. (2001). Matrix metalloproteinases: they’re not just for matrix anymore!. Current opinion in cell biology, 13(5), 534-540.
.03 Morton, J. P., & Cable, N. T. (2005). The effects of intermittent hypoxic training on aerobic and anaerobic performance. Ergonomics, 48(11-14), 1535-1546
.13 Mounier, R., Pialoux, V., Schmitt, L., Richalet, J. P., Robach, P., Coudert, J. Fellmann, N. (2009). Effects of acute hypoxia tests on blood markers in high-level endurance athletes. European journal of applied physiology, 106(5), 713-720.
.23 Nemet, D., Hong, S., Mills, P. J., Ziegler, M. G., Hill, M., & Cooper, D. M. (2002). Systemic vs. local cytokine and leukocyte responses to unilateral wrist flexion exercise. Journal of Applied Physiology, 93(2), 546-554
.33 Ostrowski, K., Schjerling, P., & Pedersen, B. K. (2000). Physical activity and plasma interleukin-6 in humans–effect of intensity of exercise. European journal of applied physiology, 83(6), 512-515
.43 Pedersen, B. K., Steensberg, A., & Schjerling, P. (2001). Muscle‐derived interleukin‐:6 possible biological effects. The Journal of physiology, 536(2), 329-337.
.53 Pedersen, B. K., & Toft, A. D. (2000). Effects of exercise on lymphocytes and cytokines. British Journal of Sports Medicine, 34(4), 246-251.
.63 Plomgaard, P., Penkowa, M., & Pedersen, B. K. (2005). Fiber type specific expression of TNF-alpha, IL-6 and IL-18 in human skeletal muscles. Exerc Immunol Rev, 11(4), 53-63.
.73 Powers, S. K., & Jackson, M. J. (2008). Exercise-induced oxidative stress: cellular mechanisms and impact on muscle force production. Physiological reviews, 88(4), 12431276.
.83 Prior, B. M., Yang, H. T., & Terjung, R. L. (2004). What makes vessels grow with exercise training?. Journal of Applied Physiology, 97(3), 1119-1128.
.93 Rehn, M., Veikkola, T., Kukk-Valdre, E., Nakamura, H., Ilmonen, M., Lombardo, C. R. Vuori, K. (2001). Interaction of endostatin with integrins implicated in angiogenesis. Proceedings of the National Academy of Sciences,98(3), 1024-1029.
.04 Richardson, R. S., Wagner, H., Mudaliar, S. R. D., Henry, R., Noyszewski, E. A., & Wagner, P. D. (1999). Human VEGF gene expression in skeletal muscle: effect of acute normoxic and hypoxic exercise. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology, 277(6), H2247-H2252.
.14 Rullman, E., Rundqvist, H., Wågsäter, D., Fischer, H., Eriksson, P., Sundberg, C. J. Gustafsson, T. (2007). A single bout of exercise activates matrix metalloproteinase in human skeletal muscle. Journal of applied physiology,102(6), 2346-2351.
.24 Schulze‐Tanzil, G., Al‐Sadi, O., Wiegand, E., Ertel, W., Busch, C., Kohl, B., & Pufe, T. (2011). The role of pro‐inflammatory and immunoregulatory cytokines in tendon healing and rupture: new insights. Scandinavian journal of medicine & science in sports, 21(3), 337-351.

.34 Shweiki, D., Itin, A., Soffer, D., & Keshet, E. (1992). Vascular endothelial growth factor induced by hypoxia may mediate hypoxia-initiated angiogenesis.Nature, 359(6398), 843845.
.44 Silva, R., D’Amico, G., Hodivala-Dilke, K. M., & Reynolds, L. E. (2008). Integrins The keys to unlocking angiogenesis. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology, 28(10), 1703-1713.
.54 Suhr, F., Brixius, K., de Marées, M., Bölck, B., Kleinöder, H., Achtzehn, S. Mester, J. (2007). Effects of short-term vibration and hypoxia during high-intensity cycling exercise on circulating levels of angiogenic regulators in humans. Journal of Applied Physiology, 103(2), 474-483.
.64 Suto, K., Yamazaki, Y., Morita, T. Mizuno, H. (2005). Crystal Structures of Novel Vascular Endothelial Growth Factors (VEGF) from Snake Venoms INSIGHT INTO SELECTIVE VEGF BINDING TO KINASE INSERT DOMAIN-CONTAINING RECEPTOR BUT NOT TO fms-LIKE TYROSINE KINASE-1.Journal of Biological
Chemistry, 280(3), 2126-2131.


پاسخ دهید